材料和试剂

1.氯化钠（西格玛奥德Aldrich公司，目录号：793566;小号撕毁在室温（RT））
2. KCl （Sigma-Aldrich，目录号：409316；RT）
3. NaH 2 PO 4 （Sigma-Aldrich，目录号：S5011；RT）
4.氯化钙2 1中号（Fluka公司，目录号：21114;小号撕毁在4°C）
5. NaHCO 3 （Sigma-Aldrich，目录号：792519；RT）
6. MgCl 2 （Sigma-Aldrich，目录号：M8266；RT）
7. D-葡萄糖（Sigma-Aldrich，目录号：G5767 ；RT ）
8.蔗糖（Sigma-Aldrich，目录号：S9378；RT）
9. KH 2 PO 4 （Sigma-Aldrich，目录号：P9791 ；RT）
10. HEPES （Sigma- Aldrich，目录号：H4034；RT）
11. EGTA （Sigma-Aldrich，目录号：03777；RT）
12.娜2 -ATP （Sigma-Aldrich公司，目录号：A7699;小号撕毁在-20℃下）
13.娜-GTP （Sigma-Aldrich公司，目录号：G8877;小号撕毁在-20℃下）
14. KOH （Fluka公司，目录号：319376;小号撕毁在4°C）
15.将NaOH（Sigma-Aldrich公司，目录号：S2770;小号撕毁在4°C）
16.琼脂糖（Fisher Scientific ，目录号：BP1356；RT）
17.氯胺酮-HCl（Anesketin (100 mg/ml)，Dechra；RT）
18.甲苯噻嗪（Rompun（20 毫克/毫升），拜耳；RT）
19.氯胺酮/ X ylazine麻醉剂混合物（见ř ecipes）
20.人工脑脊液 (ACSF) 10x 原液（不含 CaCl 2和 MgCl 2 ；参见配方）
21. MgCl 2 1M 原液（见配方）
22.人工脑脊液（ACSF）1X （见ř ecipes）
23.切割溶液（见ř ecipes）
24.内部溶液（见ř ecipes）

设备

恶趣ipment脑切片准备
VT1000S 振动切片机（Leica Microsystems，Wetzlar，德国）
渗透压计 3320（高级仪器，诺伍德，马萨诸塞州）
TW2恒温水浴锅（Julabo，Seelbach，德国）
带灌注管路的蠕动泵 (Gilson Minipuls 3)
纸滤盘（Millipore，目录号：GSWPP04700）
玻璃培养皿（直径：10 cm；Mer c k，目录号：BR455701）
气体扩散石（Fisher Scientific ，目录号：10686185）
50 - ml be a ker
不锈钢振动刀刀片（Campden Instruments ，目录号：752/1/SS）

定制切片室设备
塑料陪替氏培养皿（热˚F isher科学，目录号：150318 ）
尼龙网
氰基丙烯酸酯胶（例如，Super Attack；Loctite）
100 - ml be a ker
硼硅酸盐玻璃毛细管（Sutter Instrument ，目录号：BF100-50-7.5 或等效物）
两个塑料巴斯德吸管
组件：Ť他维护室是由一塑料的陪替氏培养皿（直径3.5厘米），其中，所述底表面被取代成软尼龙网（图URE 1A）。网格用氰基丙烯酸酯胶固定在盘子边缘。该腔室被定位在100的内部-毫升是一个含有KER ACSF（70ml）中（图URE 1C）。附接至不透气管的玻璃毛细管被放置在腔室供应氧气（95％氧气内部2 + 5％CO 2 ）（图URE 1D）。两个塑料巴斯德吸管的头部，一个嵌入到其它，用于匀场在腔室和容纳在里面毛细一个KER（图URE 1B ，C），以避免气泡扩散直接在切片。在准备过程中，从大脑切开后，立即将单个切片轻轻地放置在网格上。使用后，应定期拆卸维修室，仔细清洁或更换其部件。

解剖工具
外科小号cissors ，š竖琴b水汽（例如，精细的科学工具（FST），目录号：14001-14）
细小号cissors ，小号竖琴11.5厘米（例如，FST ，目录号：14060-11）
细小号cissors ，小号竖琴10.5厘米（例如，FST ，目录号：14060-10）
杜蒙＃5 ，˚F INE ˚F orceps （例如，FST ，目录号：11254-20）
杜蒙＃3C ，˚F orceps （例如，FST ，目录号：11231-20）
布朗特˚F orceps （艾文镊，直锯齿的提示，目录号：18433）
Vannas小号普林剪刀（例如，FST ，目录号：15018-10）
一次性无菌手术刀刀片N o .21
勺子（类似于VWR ，目录号：USBE3317）
平铲（类似于VWR ，目录号：RSGA038.185 ）
氰基丙烯酸酯胶（“强力胶，”例如，超强的攻击力，乐泰）

图1的代表性图像的设备所需的黑质致密部脑切片制备。(A) 维修室。（B）的塑料头粘贴ù R用于创建用于玻璃毛细管充氧包络（在C中的箭头）的移液管。(C, D) 定制切片室。（EF）组件和组装注射器回填的电极（见注4）。(G) 灌注/切片台的准备。（H）冠状切片切割由所述振动切片机刀片。注意位于大脑标本后面的琼脂糖立方体。（i）用作塑料巴斯德吸管来处理的大脑切片。的（L）实施例的含SNC-脑切片。(M) U 形定制锚（见注 3）。

设备电experime NT小号（图URE 2）
BX51WI 正置显微镜（Olympus，日本）配备红外差分干涉对比光学（IR-DIC）
IsoStation抗振台（Newport, Irvine, CA）
电荷耦合d器件（CCD）照相机（例如，滨松，QIM老化，SENTECH，Teledyne公司，等等）。
MultiClamp 700B 运算放大器（Molecular Devices，Sunnyvale，CA）
Digidata 1440A 数字化仪（Molecular Devices，Sunnyvale，CA）
个人电脑
Mini 25 显微操作单元 (Luigs & Neumann)
SM-5电子控制（Luigs & Neumann）
Badcontroller V 温度控制器（Luigs & Neumann）
PC-10 电极拉拔器（日本成重）
1ml BD Luer-Lok TM无针胰岛素注射器（BD ，目录号：329651）
微装载器尖端（Eppendorf ，目录号：5242956003）
注射器-驱动的过滤单元（PVDF ，0.22微米; SLGVR04NL的Millex）
自制脑U型锚（见注3）
带灯丝的硼硅酸盐玻璃毛细管（OD：1.5 mm，ID：1.10 mm；7.5 cm 长）（Sutter Instrument ，目录号：BF150-110-7.5HP）

图 2. 膜片钳设置

软件

pClamp 10（Molecular Devices，https://www.moleculardevices.com）
GraphPad Prism（加利福尼亚州拉霍亚，https://www.graphpad.com/scientific-software/prism/）

程序

制备新鲜ACSF 1 × （见ř下面ecipe部分）。

设置仪器和脑切片制备（见注2和图溶液URE 1G）。
填充切片维护室中ACSF，提供95％氧气2 + 5％CO 2通过一个小玻璃毛细管（同那些用于拉片钳吸量管，图URE 1D），和p花边在恒温控制的水浴腔室在 32°C。
放置玻璃瓶含有〜20 ml的ACSF中装满冰和含氧化合物（95％氧气的托盘2 + 5％CO 2 ）使用气体的溶液-扩散石为至少20分钟（见注1）。
将灌注管安装到蠕动泵上。将吸入端放入含氧冰冷的 ACSF 中，并在另一端安装 25 G 针。
用冰填充振动盘。安装振动切片机缓冲室（将接收样品板；见 F 部分）。
取 200 毫升含蔗糖的切割溶液（保持在 4°C）并填充振动切片机缓冲室。用 95% O 2 + 5% CO 2氧化切割溶液。
制备10 -厘米玻璃陪替氏培养皿充满冰中并用它自己的盖子盖住。将滤纸盘放在盖子上，用 2-3 毫升冰冷的切割溶液润湿过滤器。
准备一个 2% 的琼脂糖立方体（体积约 1 cm 3 ；见注 6）。

动物麻醉
使用氯胺酮股票/赛拉嗪混合物（参见下面的食谱部），调整根据鼠标重量注射量（我Ñ我们的实验中，我们注入〜300微升在25至30日龄的小鼠两种性别）。
执行麻醉溶液的腹腔注射，然后将鼠标放回笼子里。
在进行经心脏灌注之前仔细监测麻醉状态。正确anestheti ž版老鼠应该是完全没有反应爪子捏。不要用心脏灌注继续进行，直到动物是完全anestheti ž版。

经心脏灌注
设置蠕动泵的速度，使得1 -每冰冷ACSF流的第二2滴通过的25号针（如果使用Gilson minipuls 3，推荐的4.5的速度）。在继续之前，请确保灌注管路中不存在气泡。
将鼠标（腹侧朝上）放在覆盖有铝箔的聚苯乙烯托盘上。
为方便手术过程，使用注射器针头将鼠标四肢固定到托盘上。
在小鼠腹部倒入几毫升 70% 乙醇，以防止毛皮分散。
使用镊子 (例如, Dumont #3c),在肝脏水平抬起小鼠的皮肤, 并使用细剪刀通过腹壁进行 V 形切割, 从肋骨下方开始到锁骨, 以暴露肝脏和隔膜（图URE 3A）。
使用钝钳小心地将肝脏与隔膜分开。
使用锋利的剪刀，在隔膜的中心做一个小切口，从一侧到另一侧切开以暴露胸膜腔。
在抬起胸骨的同时, 切开胸骨心包韧带, 将心脏与骨骼分开。
在保持所述心脏钝钳，插入灌注针以左心室（图URE 3A ）。
一旦针就位，用 Vannas 弹簧剪刀剪开心脏的右心房（避免接触降主动脉）。
将蠕动泵的速度提高到 5 毫升/分钟。动物将在肝脏和四肢正确灌注已经转编淡白色（德荷兰国际集团大约20-30■从开始灌注速度升高时刻）。

大脑集合
使用手术剪刀取出鼠标的头部。将头部放在装满冰块的玻璃培养皿上。
通过将鼠标皮肤从颈部切割到鼻尖来暴露头骨。取出皮肤和肌肉的残基用细钳子（杜蒙＃5）（图URE 3 B）。
使用细剪刀剪开在头骨的水平的拉姆达和除去小脑和枕骨（图URE 3B ）。
用细剪刀小心地沿着头骨的外侧部分从顶骨的最后部开始到眼窝。随后，切断从一侧到另一侧鼻骨在所述前额骨缝线（水平图URE 3B ）。
使用细镊子，剥去头骨的背侧部分。如果正确执行，最小的力量就足以分离颅骨并暴露大脑。
在嗅球水平插入一个小平铲, 并将大脑与头尾方向的头骨底部分开。切断最腹侧部分的颅神经, 并小心地分离大脑的前部。
修剪大脑与头骨的任何残留连接，然后将大脑小心地放入 50 - ml的充满含氧、冰冷 ACSF的ker 中。

图3.表示脑切片制备的基本步骤。(A) 小鼠经心灌注示意图。左，一个V形切口在腹部皮肤是由虚线表示。右，针插入到左心室和后续片断在与Vannas剪刀右心房。(B) 脑外植体前颅骨切口方案。红色虚线代表切割轨迹，如 E 节（大脑收集）中所述。(C) 小鼠大脑的 3D 背腹和前后视图 (Allen Institute; Brain Explorer 2)。白色虚线表示冠状切口，这两个前部（在纹状体的电平）和后（以除去残余的小脑）。在y ellow虚线圆圈亮点SN。

脑切片切割（见视频 1）

视频 1.脑切片切割程序。在维护室中使用振动切片机和切片收集制备 SNc 冠状切片。

用勺子从 ACSF 溶液中取出大脑, 并将其放在装满冰的玻璃培养皿上(腹侧部分接触滤纸盘)。
使用手术刀，在纹状体和第二冠状切口以除去残留的电平执行一个冠状切小脑（图URE 3C）。小心不要切割包含 SNc 的中脑区域。
将1-2滴强力胶倒在振动切片机样品板的中心并铺开以形成薄层。层表面应足够大以容纳脑块和琼脂糖立方体。
用抹刀提起大脑,用吸水纸小心地去除残留的学联。
将大脑放在振动标本板上的胶水上，后冠状面朝上。
将 2% 琼脂糖立方体贴近皮质（即，在脑块后面）。这将有助于以保持大脑稳重结实整个切割过程中（图URE 1H）。
插入并锁定标本板到振动切片机缓冲室与大脑面向叶片的腹侧（使得SNC将是更靠近叶片;图URE 1H）。
将振动频率设置为大约 85 Hz，切片厚度为 250 μm，前进速度为 0.15 mm/s。开始切割组织。
丢弃所有不包含 SNc 的切片。
包含黑质致密大约4-5切片将与第获得Ë小号Ë切削设置小号（图URE 。1L）。
注意：w ^ ë提醒我们荷兰国际集团西尔维于导水管和海马结构作为补充元素明确界定的前后冠状面（图URE 4）。
传送包含黑质致密的脑切片进入检修室在32℃和允许他们到用于恢复30分钟。用塑料盖盖住腔室。为了处理的切片，使用塑料巴斯德吸管（图URE 1I）预先在我的2/3切断吨小号长度或细刷（使用刷子的需要特别注意以避免夹持与组织的刷毛）。

图 4. 包含 SNc 的冠状切片示意图。箭头通过不同的切割平面指向 SNc 区域（绿色）。浅蓝色勾勒出Sylvius 渡槽。

在本节中，我们将讨论我们实验室最近发表的一项研究中使用的实验设置（Regoni等，2020）。

细胞附着和全细胞膜片钳电生理学
打开电生理设置的灌注系统，使含氧 ACSF 以 2-3 毫升/分钟的速度连续流入记录室。打开抽吸系统（真空或蠕动泵驱动）以保持记录室中液体的恒定水平。
打开浴温控制器并将其设置为 32°C。等到浴中的 ACSF 温度达到所需的水平。
如果多个药物浓度要进行测试，准备添加有不同药物浓度含氧ACSF的适当体积。在我们的定做灌注设置中，我们使用了三个50 -连接到鲁尔乐3路歧管系统，可以上/可容易地切换根据实验协议关闭毫升注射器。
小心放置一个Ñ SNC-在记录室含有切片并使用U形锚其固定到腔室底部（图URE 1M）。
使用4可视地识别黑质致密×物镜（图URE 5A）。如前面提到的，可使用的西尔维于导水管和海马结构作为补充元素明确界定脑切片的前-后冠状面。
切换到更大的目标 (40 × ) 以在视觉上识别多巴胺能神经元。这些细胞在信噪比边缘的一个相对狭窄的区域内并排排列。如在所示图URE 5A，多巴胺能神经元显示卵形，细长体细胞（长轴约20μm），并很容易辨认。
填写贴片-与所述内部溶液钳吸量管，除去任何气泡小号，并加载在电极保持器（见注4和图URE 1E ，F）。
在移向脑切片之前，对移液器尖端施加轻微的正压。
使用显微操作器，轻轻移动移液器以保护细胞，同时持续监测移液器尖端电阻。接触细胞膜后，移液器电阻逐渐增加，移液器尖端下方的膜小凹痕变得可见。
迅速解除正压。
仔细应用轻微和连续的负压，直到电阻增加至至少1GΩ（千兆密封），到达荷兰国际集团的细胞连接的配置。
SNc 的多巴胺能细胞以一种起搏的方式自发地激发动作电位。获得细胞附着配置后，细胞发射将稳定约 2 分钟。下我们的条件下，所述DA神经元人自发点火模式是主要规则的，具有平均点火频率的在WT动物1.75±0.18赫兹（Regoni等人，2020）（图URE 5C ）。
上能够修改这些细胞的点火模式的药物药理学研究小号可以执行由急性不同浓度从控制切换灌注到药物补充的ACSF。
最后，通过向移液器快速施加短暂的负压以打开细胞膜（“闯入”），进入全细胞膜片钳配置。
在此阶段，电流钳实验可以被执行以唯一地识别DA神经元的激发模式，如示于图URE 5C（也参见图URE 5D和注5）。这一步是必要的，因为SNc 中不同类型的细胞能够自发地激发动作电位。细胞识别可以是不明确的细胞连接的配置; 因此，需要全细胞记录以更好地检测膜电位对超极化电流步骤的反应（即显着且快速的 I h介导的去极化下垂，这是 DA 细胞的典型特征）。SNc TH +神经元的放电和电膜参数总结在表 1 中。
表 1. SNc TH +神经元的放电和电膜参数
输入电阻 (M Ω )
自发发射频率 (Hz)
AP 幅度 (mV)
AP 阈值 (mV)
AHP 幅度 (mV)
AP 半宽 (ms)
下垂幅度 (mV)
120±10
1.75±0.18
60±1.7
-37±0.7
21±1.2
1.73±0.05
44±5
数据以平均值±SEM AP、动作电位给出；AHP，后超极化。

图 5. SNc 多巴胺能神经元的电生理记录。(A) 明场显微照片，显示含有n SNc 的脑切片（4 ×物镜；比例尺：200 μm）。（B）实施例一视觉上识别TH的+由补丁接近细胞-钳吸量管（由白线所概述）。星号标记其他推定的多巴胺能神经元（注意细胞体的卵形形状；比例尺：20 μm）。(C) 膜片示例-急性切片中 SNc DA 神经元在电流钳模式下的全细胞记录。上面的轨迹分别显示了对细胞内注入负电流和正电流步骤的膜电位超极化和去极化反应（-200/+50 pA，500 毫秒）。痕迹的自然常规动作电位发放的不同质致密部DA神经元下图显示的细胞贴附记录。（d）示出了一个共焦图像TH +神经元，预先填充有Neurobiotin-488全细胞记录期间（绿色），由其他包围TH + （红色）在黑质致密的神经元。

数据分析

数据分析细节可以在Regoni等人的材料和方法部分找到。（2020 年）。下我们的条件下，所述DA神经元人自发点火模式是定期和细胞贴附记录的信噪比是高的。因此，在发射频率可以容易地通过眼睛评估在给定时间间隔（内计数动作电位的数量例如，20个S）。

笔记

为了给生理溶液充氧，我们使用连接到95% O 2 + 5% CO 2气体混合物的源（例如，罐或管道系统）的不透气管子上连接的气体扩散石或玻璃毛细管。
良好的脑切片准备的一个关键方面是尽可能快速和精确。在经心脏灌注和大脑收集期间，快速将降低缺氧诱导的细胞死亡的风险。此外，重要的是要手动准确，以避免在解剖过程中对大脑样本施加过大的机械应力。
该U形锚是由用2-3尼龙线穿过所述U形的两个臂相交的扁平铂丝，如图URE 1M。所述n ylon被固定到第具有强力胶ë铂丝。
容易地装入用干净的细胞内液中的膜片钳电极，我们使用下面的组分由定制的注射器：一个1毫升的BD Luer-Lok接头TM胰岛素注射器没有一个针; 一米icroloader尖端; 一个注射器驱动的过滤单元; 和一个200 -微升微量移液器尖端。
构建系统： (1) 将过滤器单元的一侧连接到 Luer-Lok TM注射器；(2) 将 200 - μl 吸头剪在其长度的 2/3 处并将其插入过滤器单元的另一侧；和（3）插入200 -在微升尖端到所述微加载提示。
可以执行进一步的控制步骤以明确地识别修补单元。如在所示图URE 5D ，记录内部溶液含有1.5毫克/毫升Neruobiotin-488示踪剂（Vector Laboratories公司，目录号：SP -1125-2）中加入。在全细胞记录过程中，染料扩散到 DA 细胞体中。随后，收集脑切片，固定在 4% PFA 中，并冷冻保存。14的部分-使用Leica低温恒温器（徕卡CM1850），收集到的Superfrost滑动获得微米厚S，和空气- STOR之前干燥过夜年龄直到染色在-80℃下。我mmunostaining使用单克隆抗体针对酪氨酸羟化酶（1：500; Mab318，Millipore公司）中，以分子身份的修补的执行神经元。徕卡SP5配备有一个40 ×物镜（德国）用于获取图像。
要制备 2% 琼脂糖立方体，将1 g 琼脂糖加入50 ml 水中。在加热烘箱中直到琼脂糖完全溶解微波该溶液中，然后倒在它到一个10 -厘米皮氏培养皿中。一旦琼脂糖溶液变成固体，储存在 4°C。使用手术刀切割小方块（体积约 1 cm 3 ）。

食谱

始终使用电阻率至少为1 8.2 M Ω的优质水· cm （例如，Millipore Milli-Q）用于膜片钳实验溶液。

氯胺酮/ X ylazine麻醉剂混合物
500微升ķ纱罗盐酸
250 µl甲苯噻嗪
5.25 毫升 0.9% (w/v) 氯化钠
人工脑脊液(ACSF)
125毫米氯化钠
3.5毫米氯化钾
1.25 mM NaH 2 PO 4
2毫米氯化钙2
25毫米碳酸氢钠3
1毫米氯化镁2
11 mM D-葡萄糖
小号aturated用95％氧气2和5％CO 2 （pH 7.3）中
切割解决方案
50 mM蔗糖
125毫米氯化钠
2.5毫米氯化钾
1.25 mM NaH 2 PO 4
0.1毫米氯化钙2
25毫米碳酸氢钠3
6.2毫米氯化镁2
2.5 mM D-葡萄糖
小号aturated用95％氧气2和5％CO 2
内部解决方案
10毫米氯化钠
124 mM KH 2 PO 4
10毫米HEPES
0.5毫米EGTA
2毫米氯化镁2
2 mM Na 2 -ATP
0.02 mM Na- GTP
用 KOH 将pH 值调节至7.2

股票和准备“随时可以使用”解小号：
MgCl 2 1 M 原液（100 毫升）
9.52 克氯化镁2
过滤并储存在 4°C
人工脑脊液 (ACSF) 10 ×原液（1 L；不含 CaCl 2和 MgCl 2 ）
73.05克氯化钠
21 克碳酸氢钠3
2.6 克氯化钾
1.72 克 NaH 2 PO 4
1.98克葡萄糖
过滤并储存在 4°C
ACSF 1 × (1 L)
1 毫升氯化镁2 1 M
2 毫升氯化钙2 1 M
添加~700 毫升水
添加100 ml 10 × ACSF
加水调至1升
检查渗透压。正确值必须为 300 ± 2.5 mOsm
切割溶液 1 × (1 L)
7.305 克氯化钠
2.1 克碳酸氢钠3
186 毫克氯化钾
172 毫克 NaH 2 PO 4
450毫克克lucose
17.11克小号ucrose
6.2 毫升氯化镁2 1 M
100微升氯化钙2 1 M
过滤并在 4°C 下储存长达 1 周
内部溶液（50 毫升）
844 毫克 KH 2 PO 4
29 毫克氯化钠
120 毫克 HEPES
9 毫克 EGTA
100 μ l MgCl 2
55 毫克 Na 2 -ATP
0.5 毫克 Na-GTP
用 KOH 将pH 值调节至7.2
检查渗透压。正确值必须为 290 ± 2.5 mOsm
将 1 ml 分装在 50 个 cappe d 管中并储存在 -20°C

致谢

这项工作得到了 Michael J. Fox 帕金森研究基金会 (Grant MJFF14110 to JS) 和意大利卫生部 (GR-2016-02361366 to JS) 的支持。本协议中描述的程序用于原始研究论文 (Regoni et al. , 2020) 。

利益争夺

有没有利益或竞争利益冲突小号。

伦理

小鼠保持和成长在一个nimal ˚F的圣拉斐尔科学研究所在符合机构的指导方针和国际法律acility（欧盟2010/63 / EEC欧盟理事会指令六百零九分之八十六，OJL 358，1，1987年12月12日， NIH 实验动物护理和使用指南，美国国家研究委员会，1996 年）。进行所有实验的目的是尽量减少处死动物的数量。

参考

Aghajanian, GK 和 Rasmussen, K. (1989)。面部核中的细胞内研究说明了一种在成年大鼠脑切片中获得可行运动神经元的简单新方法。突触3, 331 - 338。
Bischofberger, J.、Engel, D.、Li, L.、Geiger, JRP 和 Jonas, P. (2006)。海马切片中苔藓纤维终端的膜片钳记录。国家协议1 ：2075 - 2081。
Choi, W.-S.、Kim, H.-W. 和 Xia, Z. (2013)。从小鼠脑中制备原代培养的多巴胺能神经元。方法 Mol Biol 1018 ：61 - 69。
Farassat，N.，科斯塔，KM，Stojanovic的，S.，阿尔伯特，S.，Kovacheva，L.，信，J.，埃格，- [R 。，Somayaji ，M 。，杜瓦奇，S 。，施耐德，G 。和罗珀，J 。(2019)。中脑多巴胺神经元在确定的轴突投射中的体内功能多样性。Elife 8 ：e48408 。
Gerfen, CR 和 Bolam, JP (2010)。基底神经节的神经解剖组织。我Ñ ：基底节神经解剖学组织。Steiner , H. 和Tseng , KY ( Eds. ) 。20：3-38。
Gerfen, CR 和 Surmeier, DJ (2011)。多巴胺对纹状体投射系统的调制。Annu Rev Neurosci 34 ：441 - 466。
Masuko, S.、Nakajima, S. 和 Nakajima, Y. (1992)。从出生后大鼠的黑质和腹侧被盖区分离出高纯度多巴胺能神经元培养物。神经科学49 ：347 - 364。
Regoni, M.、Cattaneo, S.、Mercatelli, D.、Novello, S.、Passoni, A.、Bagnati, R. 等。(2020)。红藻氨酸受体的药理学拮抗作用可挽救人类帕金诱导毒性小鼠模型中多巴胺神经元的功能障碍和丧失。细胞死亡 Dis 11(11): 963 。
Surmeier, DJ, Obeso, JA 和 Halliday, GM (2017)。帕金森病中的选择性神经元脆弱性。Nat Rev Neurosci 18 ：101 - 113。
Ting, JT、Daigle, TL、Chen, Q. 和 Feng, G.（2014 年）。成人和衰老动物的急性脑切片方法：靶向膜片钳分析和光遗传学的应用。方法 Mol Biol 1183 : 221 -2 42。
Zhai, S.、Shen, W.、Graves, SM 和 Surmeier, DJ（2019 年）。纹状体功能的多巴胺能调节和帕金森病。J 神经传输126 ：411 - 422。